PGT-mt图谱

第5章 · PGT-mt基础知识

PGT-mt如何进行

PGT-mt并非单项检测，而是一系列临床与实验室步骤。下文概述完整路径；具体方法及标准由各实验室验证确定。

阅读层次

基础

PGT-mt与胚胎植入前单基因病遗传学检测（PGT-M）共享实验室方法：均分析胚胎活检DNA。但解读不同：PGT-M确定胚胎是否遗传核基因变异，PGT-mt评估mtDNA异质性水平。因此PGT-mt结果为百分比，按突变负荷排序胚胎(Smeets et al., 2023)。

  1. 家庭
    • 01 确定家族致病性变异
    • 02 遗传咨询
  2. 辅助生殖周期
    • 03 辅助生殖周期
    • 04 胚胎活检
  3. 实验室
    • 05 样本制备
    • 06 异质性定量
    • 07 质量控制
  4. 决策
    • 08 联合PGT-A评估
    • 09 解读与移植决定
  5. 妊娠与儿童
    • 10 产前诊断与随访
路径分五个阶段；数字对应下方步骤。
  1. 确定家族致病性变异

    先证者诊断、确认变异致病性，以及测量携带者组织异质性(Mavraki et al., 2023)。

  2. 遗传咨询

    讨论所有生育选择：产前诊断、PGT-mt、供者卵母细胞、获准地区的线粒体捐赠，以及预期成功机会(Smeets et al., 2023; Castelluccio et al., 2025)。

  3. 辅助生殖周期

    促排卵、取卵、受精（通常ICSI）及胚胎培养(Hyslop et al., 2025; Mayeur et al., 2023)。

  4. 胚胎活检

    第3天取一个卵裂球，或第5–6天取数个TE细胞（第4章）。

  5. 样本制备

    细胞裂解；直接分析，或同一样本需用于PGT-A等检测时，先全基因组扩增（WGA）(Spath et al., 2021)。

  6. 异质性定量

    按实验室验证方法采用靶向PCR联合限制性分析、焦磷酸测序、ARMS-qPCR、ddPCR、靶向或全基因组测序。

  7. 质量控制

    以人工配制、野生型与突变DNA比例精确已知的混合物（如1%、5%、10%等）验证准确性。用其建立校准曲线，评估方法在0–100%范围内定量突变mtDNA的准确程度(Mavraki et al., 2023)。

  8. 联合PGT-A评估

    若开展PGT-A，同时评估突变负荷及染色体组成；见第6章(Spath et al., 2021; Hanson & Seli, 2021)。

  9. 解读与移植决定

    胚胎排序并与家庭讨论；针对特定变异选择并论证筛选界值（第6章）。

  10. 产前诊断与随访

    移植后讨论确认性产前诊断及出生后随访(Steffann et al., 2021; Rubens et al., 2025)。

这是技术的教学说明，并非临床操作规程。不规定活检参数、实验室条件或筛选标准；由各诊所及实验室确定并验证。

进阶

1. 确定家族mtDNA致病性变异

起点是确立分子诊断。诊断检查越来越多从血液及／或尿液DNA基因组分析开始，必要时检查肌肉(Mavraki et al., 2023)。规划PGT-mt需确切变异描述、致病性证据、携带者可取样组织异质性及母系家族史。意义未明变异是否开展PGT-mt需特别论证。

2. 咨询与生育选择评估

选择包括自然受孕联合产前诊断、PGT-mt、供者卵母细胞、获准地区的线粒体捐赠（转移卵母细胞纺锤体或合子原核等核物质），以及放弃与子女的遗传联系(Smeets et al., 2023; Castelluccio et al., 2025; Steffann, 2025)。纽卡斯尔项目依据预期获得低异质性胚胎概率，在PGT与线粒体捐赠间选择(Hyslop et al., 2025; McFarland et al., 2025; Pickett et al., 2019)。数学模型可在促排卵前估计风险及成功机会(Ji et al., 2023)。PGT-mt伦理问题——残余风险、可接受水平、知情同意——另有讨论(Bredenoord et al., 2009)。

3. 获取卵母细胞与胚胎

辅助生殖周期包括促排卵、卵泡穿刺、受精（PGT项目通常ICSI），以及培养至活检阶段(Hyslop et al., 2025)。法国队列描述了携带者促排反应、结局及随访(Mayeur et al., 2023)。可供检测胚胎数是主要实际限制。

4. 胚胎活检

卵裂期取一个卵裂球，或囊胚期取数个TE细胞；优点与局限见第4章。TE活检后常冷冻胚胎等待结果，再复温移植。

5. 样本制备与WGA

仅数个细胞的活检样本起始DNA极少。可直接分析裂解液（靶向扩增变异区域），或先全基因组扩增以供包括PGT-A的多项检测。WGA可使等位基因比例偏斜并引入背景误差，因此扩增后线性、检出限及噪声需单独验证(Spath et al., 2021; Xia et al., 2024; Hu et al., 2026)。

6. 异质性定量

PCR联合限制性分析
变异产生或破坏限制性位点；按酶切产物估计比例。例如用于法国大型胚胎系列(Rubens et al., 2025)。
焦磷酸测序
短区域定量测序；极低比例时存在局限(Mizuguchi et al., 2025; Hyslop et al., 2025)。
ARMS-qPCR
等位基因特异性定量PCR(Mitalipov et al., 2014)。
微滴数字PCR（ddPCR）
按阳性与阴性微滴数量定量变异及野生型mtDNA，并对每个微滴中分子数的分布作统计校正；用于评估核移植后残留mtDNA(Tytgat et al., 2021)。
靶向NGS
深度测序mtDNA区域，可与同一样本PGT-A兼容(Spath et al., 2021; Tofilo et al., 2026)。
全基因组测序
单一检测评估PGT-M靶标、非整倍体及mtDNA(Janssen et al., 2024; Xia et al., 2024)。

这些是可供选择的不同方法，并非同一操作的连续阶段。没有方法本身“最好”；选择取决于特定实验室对具体变异与样本类型的验证(Mavraki et al., 2023)。

7. 质量控制、检出限与分析准确性

实验室应以已知组成混合物证明0–100%全范围线性，建立检出限及定量限，以重复测量评估可重复性，并设置阳性、阴性对照(Mavraki et al., 2023)。少量细胞样本需注意污染控制及等位基因脱扣。“未检出变异”指经验证条件下检测未发现变异，不能证明真实异质性水平为0%。

8. 联合PGT-A评估

仅低异质性不足以使胚胎适于移植。Spath等研究近半受检胚胎（33个中16个）为非整倍体(Spath et al., 2021)；非整倍体率随女性年龄上升(Volodyaev et al., 2025)。NGS同时评估mtDNA及非整倍体已进行临床应用评价(Spath et al., 2021)，也是临床检测的重要目标(Hanson & Seli, 2021)。两标准的定量组合见PGT-mt × PGT-A模型。

9. 解读与移植讨论

按突变负荷排序胚胎；若无未检出变异胚胎，考虑负荷最低者。项目预先选择并论证界值：例如纽卡斯尔优先移植第3天单卵裂球异质性<30%的胚胎(Hyslop et al., 2025)。与家庭共同决策，考虑残余风险（第6章）。

10. 产前诊断与出生后随访

移植后建议讨论确认性产前诊断(Rubens et al., 2025)。解读取决于所测致病性变异、组织（绒毛、羊水细胞）及孕周。胎盘内不同部位的差异使绒毛检测的可靠性较低；羊水细胞分析在不同孕周均可靠(Steffann et al., 2021)。出生后测量需注明组织、儿童年龄及方法，否则无法与PGT-mt比较。

本说明并非临床标准操作规程。无通用活检参数、实验室条件或筛选标准；路径各环节由本地验证及监管要求确定。

从概念到图谱数据

  • 病例 →

    已发表PGT-mt周期：阶段、胚胎群体异质性范围、移植胚胎及儿童组织。

  • PGT-mt × PGT-A模型 →

    结合异质性及非整倍体的情景计算。

  • 提交数据 →

    如何向图谱分享包括未成功周期在内的PGT-mt数据。

本章参考文献 (22)

全部DOI已与PubMed核对；例外在条目旁标注。

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参考文献 →