Capítulo 3 · Fundamentos de PGT-mt

El cuello de botella genético mitocondrial

En una mujer portadora de una variante del ADNmt en estado heteroplásmico, los niveles de heteroplasmia pueden variar ampliamente entre sus ovocitos, desde niveles muy bajos hasta casi la homoplasmia. Esta variabilidad se atribuye al cuello de botella genético mitocondrial y hace posible PGT-mt.

Nivel de lectura

Conceptos básicos

La heteroplasmia puede diferir entre tejidos y ovocitos

En una portadora de m.3243A>G de 30 años con un 35 % de heteroplasmia sanguínea, la carga mutacional osciló entre el 9 % y el 90 % en los ovocitos, y entre el 7 % y el 91 % en los embriones (Treff et al., 2012). Este ejemplo muestra que el nivel de heteroplasmia puede diferir considerablemente entre los ovocitos de una misma portadora. El nivel de un ovocito individual no puede predecirse únicamente a partir de una medición en los tejidos somáticos de la madre (Smeets et al., 2023).

Qué es el cuello de botella

El cuello de botella genético mitocondrial es el proceso por el que, en la línea germinal femenina, la composición de ADNmt de cada ovocito en desarrollo queda determinada por un conjunto de unidades segregantes mucho menor que el número total de moléculas de un ovocito maduro (Stewart & Chinnery, 2015; Xie et al., 2026). Si se extraen 1000 canicas de una bolsa en la que el 30 % son rojas, la proporción de rojas será casi con seguridad cercana al 30 %. Si se extraen 10, podría ser del 0 % o del 60 %. Lo mismo ocurre con el ADNmt: cuanto menor es el tamaño efectivo del conjunto, mayores son los cambios aleatorios de heteroplasmia entre ovocitos.

Copias físicas y unidades efectivas

Al principio del desarrollo de la línea germinal, el contenido de ADNmt por célula disminuye de forma pronunciada: las células germinales primordiales de embriones humanos contienen aproximadamente 1000 veces menos ADNmt que un ovocito maduro (Floros et al., 2018; Cree et al., 2008). Pero el «tamaño efectivo» del cuello de botella no es lo mismo que el número físico de moléculas: las moléculas de ADNmt se empaquetan en complejos proteicos llamados nucleoides y los datos en ratón sugieren que solo podría replicarse un subconjunto de moléculas (Wai et al., 2008). El tamaño efectivo es una magnitud estadística estimada a partir de la dispersión de heteroplasmia en la descendencia (Otten et al., 2018).

Azar y, posiblemente, selección

Gran parte de esta variabilidad se explica por la distribución aleatoria de las moléculas de ADNmt (deriva genética). Sin embargo, se acumula evidencia de que algunas mutaciones del ADNmt están sometidas a selección —en contra de cargas elevadas o, por el contrario, a favor de moléculas mutantes— y de que ello depende de la variante concreta (Otten et al., 2018; Zhang et al., 2021; Floros et al., 2018). Todavía no se ha establecido un único mecanismo como explicación universal para todas las variantes y estadios de desarrollo.

Por qué es relevante para el PGT-mt

Las diferencias de nivel de heteroplasmia entre ovocitos permiten seleccionar un embrión con menor heteroplasmia y reducir así el riesgo de enfermedad del futuro niño. Sin embargo, esa misma variabilidad hace impredecible el resultado de un ciclo: uno puede producir varios embriones con heteroplasmia baja y otro ninguno (Hyslop et al., 2025). El simulador inferior ilustra cómo influye el tamaño efectivo del conjunto en la dispersión de la heteroplasmia. Es un modelo didáctico, no un pronóstico para una paciente concreta.

El cuello de botella explica por qué difieren los ovocitos de una misma mujer. No permite predecir de antemano la heteroplasmia de un embrión concreto.

Avanzado

¿Deriva genética, selección o ambas?

Una pregunta central de la genética del ADNmt se planteó hace tiempo: ¿las variantes patogénicas se transmiten como las neutras, solo por deriva aleatoria, o están sometidas a selección (Chinnery et al., 2000)? La evidencia actual indica que la respuesta depende de la variante y del estadio de desarrollo (Xie et al., 2026). La propia hipótesis del cuello de botella surgió de observaciones en vacas Holstein, en las que una variante de ADNmt recién identificada pasó de heteroplasmia a homoplasmia en pocas generaciones; para las variantes neutras, este cuello de botella genético simplemente acelera la deriva aleatoria, mientras que, para las variantes perjudiciales, la distribución en la descendencia está sesgada, lo que apunta a selección (Xie et al., 2026).

Tamaño efectivo del conjunto segregante

Los modelos de genética de poblaciones comparan la varianza de heteroplasmia en la descendencia con p₀(1 − p₀), donde p₀ es el nivel inicial, y utilizan la razón para estimar el número efectivo de unidades segregantes. Otten y colaboradores describieron la segregación en ovocitos, cigotos y blastómeros de portadoras mediante la distribución de Kimura y obtuvieron estimaciones del tamaño del cuello de botella de entre 10 y 145 según la portadora (Otten et al., 2018). Esto significa que, aunque dos madres tengan el mismo nivel de heteroplasmia, el riesgo de transmitir la enfermedad a un hijo puede diferir considerablemente. El tamaño efectivo resume muchos procesos —el número de unidades segregantes y el número de rondas de división y replicación— y no equivale al número físico de copias.

Número físico de copias de ADNmt

Floros y colaboradores demostraron que las células germinales primordiales de embriones humanos en CS12 contienen aproximadamente 1000 veces menos ADNmt que los ovocitos (mediana de 1425 copias por célula frente a una media de 1,22×10⁶ en los ovocitos), con unas cinco moléculas de ADNmt por mitocondria; las variantes raras alcanzaron niveles superiores de heteroplasmia tras completarse la migración, de forma compatible con un cuello de botella (Floros et al., 2018). El número de copias de las células germinales primordiales humanas fue inferior al de ratones en estadios correspondientes; los autores infieren un cuello de botella «más estrecho» y una segregación más rápida en humanos (Floros et al., 2018). En ratón, Cree y colaboradores explicaron la segregación rápida por una reducción del número de moléculas durante la embriogénesis (Cree et al., 2008), mientras que Wai y colaboradores concluyeron que el cuello de botella surge durante la foliculogénesis posnatal por replicación de una subpoblación de genomas (Wai et al., 2008). La discrepancia sobre el momento y el mecanismo ilustra que ningún modelo único resuelve por completo el mecanismo. Según la revisión de Xie y colaboradores, la modelización matemática con el número de copias medido y el número de divisiones celulares mostró que la reducción del número de copias basta para explicar la dispersión de heteroplasmia en la descendencia, incluso sin selección; el significado biológico del cuello de botella sigue en discusión: podría hacer que las mutaciones perjudiciales sean susceptibles a la selección natural (Xie et al., 2026).

Posible función de la replicación y la selección

  • Selección en células germinales primordiales. Floros y colaboradores encontraron señales de selección contra variantes no sinónimas, de genes de ARNt y del bucle D, coincidiendo con un cambio hacia el metabolismo oxidativo (Floros et al., 2018).
  • Propagación preferente del ADNmt mutante en el ovocito. En ratones con la mutación m.5024C>T, la proporción de ADNmt mutante aumentó al madurar los ovocitos (sin división celular), pero la acumulación de niveles críticamente altos fue bloqueada por selección purificadora; se ha descrito un patrón similar —transmisión preferente con cargas bajas y selección con cargas altas— en genealogías con m.3243A>G, m.8344A>G y m.8993T>G/C (Zhang et al., 2021).
  • Selección purificadora y edad. En ratones con mutaciones de genes del complejo I generadas mediante edición de bases, la selección purificadora tuvo lugar principalmente durante la maduración posnatal de los ovocitos y se intensificó al aumentar la edad materna (Ru et al., 2024). Son datos de ratón; por el contrario, en estudios genealógicos humanos, el número de nuevas mutaciones del ADNmt en los hijos se correlacionó positivamente con la edad materna, y se necesitan observaciones directas antes de extraer conclusiones clínicas (Xie et al., 2026).
  • Ovocitos humanos. La secuenciación dúplex del ADNmt de ovocitos individuales no encontró un aumento de nuevas mutaciones con la edad y apuntó a selección purificadora dependiente de la frecuencia (Arbeithuber et al., 2025); una prepublicación que reanaliza los mismos datos llega a una conclusión diferente: la selección positiva predomina en promedio, para mutaciones de la región de control no codificante y, según los autores, incluso para mutaciones codificantes (Franco et al., 2026, prepublicación).
  • Distintas ventanas de selección. En ratón, la eliminación de ADNmt defectuoso está vinculada a distintos estadios de desarrollo según la mutación concreta. La selección puede comenzar después de los estadios de célula germinal primordial y ovocito (m.3875delC), durante la maduración folicular (m.2820G>A, m.12918G>A), en el estadio de folículo secundario (m.3177G>A) o durante la embriogénesis temprana mediante mitofagia (m.5019A>G). Todavía no está claro qué parte de estas diferencias refleja biología real y qué parte refleja los métodos de investigación utilizados (Xie et al., 2026).
  • Niveles de actuación de la selección. Se han descrito mecanismos a nivel de células (atresia folicular), orgánulos (fisión mitocondrial, mitofagia) y moléculas (replicación preferencial); la mayoría de los datos procede de ratones, Drosophila y nematodos (Xie et al., 2026).
  • Datos poblacionales. Las variantes patogénicas del ADNmt con niveles bajos de heteroplasmia aparecen en aproximadamente 1 de cada 200 personas, mientras que las enfermedades del ADNmt afectan a alrededor de 1 de cada 5000–10 000; esta discrepancia apunta a selección contra la transmisión de variantes perjudiciales. Los datos humanos son menos consistentes que los de ratón: las grandes deleciones rara vez se heredan; en un estudio amplio de pares madre–hijo, las mutaciones de genes de ARNr se transmitieron a la descendencia con menor frecuencia de la esperada, mientras que las variantes de la región del bucle D se heredaron de forma neutra o con ventaja (Xie et al., 2026).
  • Especificidad de cada variante en portadoras. Para m.3243A>G, los datos se describieron mejor mediante una distribución de Kimura truncada en el 76,5 % (sin cargas elevadas); para m.8993T>G, los valores fueron predominantemente extremos y, en los datos genealógicos, los niveles de la descendencia fueron más frecuentemente superiores a los maternos; para m.14487T>C no se encontraron indicios de selección (Otten et al., 2018).

Diferencias entre ovocitos de una misma mujer

El nivel de heteroplasmia somática de una madre no permite predecir el de un ovocito concreto. En el estudio de Spath y colaboradores, las mujeres con heteroplasmia somática detectable presentaron una mayor proporción de embriones con la variante, pero también produjeron embriones sin una variante detectable; m.8993T>G mostró una segregación sesgada (Spath et al., 2021). Hellebrekers y colaboradores señalaron que la mayoría de las portadoras de variantes puntuales tendrá algunos ovocitos con cargas inferiores al valor de referencia del 18 % (Hellebrekers et al., 2012).

Distribuciones embrionarias específicas de la variante

Los valores embrionarios publicados recopilados en la sección Entre distintos embriones muestran valores mayoritariamente extremos para m.8993T>G y una proporción considerable de valores intermedios para m.3243A>G. Estas distribuciones son datos observados de familias y ciclos individuales; no son probabilidades poblacionales y no tienen en cuenta las diferencias entre familias.

Implicaciones para PGT-mt

  • La viabilidad de PGT-mt depende de la dispersión de la heteroplasmia entre los embriones de una paciente concreta, no del promedio de una variante patogénica específica del ADNmt.
  • Los modelos matemáticos estiman riesgos y posibilidades de éxito antes de un ciclo de tratamiento utilizando la heteroplasmia materna como entrada; el modelo se desarrolló a partir de datos genealógicos (Ji et al., 2023); estas estimaciones se basan en supuestos sobre el tamaño del cuello de botella y los umbrales.
  • En el programa de Newcastle, cinco pacientes sometidas a PGT no obtuvieron ningún embrión con heteroplasmia inferior al 30 % (Hyslop et al., 2025). Esta observación muestra que el PGT-mt no siempre produce un embrión que cumpla el criterio elegido.

No se ha establecido ningún mecanismo único —deriva genética, selección o replicación restringida— como explicación universal del cuello de botella en todas las variantes y estadios de desarrollo. La contribución relativa de cada mecanismo no se ha medido en humanos y probablemente difiera entre variantes y estadios de desarrollo.

Esquemas y modelos

Modelo interactivo

Simulador del cuello de botella genético

Cálculo del modelo

Un modelo estocástico simplificado que muestra cómo el tamaño efectivo del conjunto afecta a la variación de la heteroplasmia entre ovocitos. No predice la distribución entre los embriones de una paciente concreta.

Ovocitos virtuales
0255075100Heteroplasmia en un ovocito simulado, %nivel inicial

Mediana 30 %; la mitad de los valores se sitúa entre 25 % y 39 %; intervalo 10–50 %. Desviación estándar teórica: 10,2 p. p. (muestreo n.º 1)

Modelo matemático

Cada ovocito virtual recibe N unidades segregantes extraídas al azar e independientemente de un conjunto en el que la proporción de ADNmt mutante es h₀. El número de unidades mutantes K sigue una distribución binomial, K ~ Bin(N, h₀); la heteroplasmia del ovocito es h = K / N. La media de h es h₀ y su varianza es h₀(1 − h₀) / N. Es un único paso de muestreo de Wright–Fisher; la distribución de Kimura utilizada para describir la segregación en portadoras lo generaliza a una deriva repetida (Otten et al., 2018).

K ~ Bin(N, h₀) · h = K / N · E[h] = h₀ · SD(h) = √(h₀(1 − h₀) / N)

Limitaciones del modelo

  • N es una magnitud estadística teórica, no el número físico de moléculas de ADNmt en una célula; las estimaciones publicadas para portadoras varían ampliamente (por ejemplo, 10–145) (Otten et al., 2018).
  • El modelo solo incluye deriva aleatoria: no incorpora selección, replicación preferencial, muerte celular ni maduración de ovocitos, que parecen ser relevantes para algunas variantes (capítulo 3).
  • Los ovocitos se modelizan como independientes e idénticamente distribuidos; el modelo no incluye correlación intrafamiliar, variación entre ciclos ni efecto de la edad.
  • No hay error de medida ni límite de detección, y no se distingue entre ovocito, embrión y biopsia.

Entre distintos embriones →

De los conceptos a los datos del Atlas

  • Entre distintos embriones →

    Distribuciones observadas de heteroplasmia embrionaria para cada variante: valores reales publicados, a diferencia del modelo anterior.

  • Modelo PGT-mt × PGT-A →

    Cálculo por escenarios: cuántos blastocistos se necesitan para obtener, con una probabilidad determinada, al menos uno euploide con heteroplasmia baja.

Referencias del capítulo (17)

Todos los DOI se contrastaron con los registros de PubMed; las excepciones se indican en cada entrada.

  1. Treff NR, Campos J, Tao X, et al. (2012). Blastocyst preimplantation genetic diagnosis (PGD) of a mitochondrial DNA disorder. Fertil Steril 98:1236–1240. doi:10.1016/j.fertnstert.2012.07.1119 · PMID 22921075
  2. Smeets HJM, Sallevelt SCEH, Herbert M (2023). Reproductive options in mitochondrial disease. Handb Clin Neurol 194:207–228. doi:10.1016/B978-0-12-821751-1.00004-X · PMID 36813314
  3. Stewart JB, Chinnery PF (2015). The dynamics of mitochondrial DNA heteroplasmy: implications for human health and disease. Nat Rev Genet 16:530–542. doi:10.1038/nrg3966 · PMID 26281784
  4. Xie Q, Walker HE, Minczuk M, Chiaratti MR, Chinnery PF (2026). Inheritance and selection of the mitochondrial genome. Nat Rev Genet (online ahead of print). doi:10.1038/s41576-026-01019-0 · PMID 42834120
  5. Floros VI, Pyle A, Dietmann S, et al. (2018). Segregation of mitochondrial DNA heteroplasmy through a developmental genetic bottleneck in human embryos. Nat Cell Biol 20:144–151. doi:10.1038/s41556-017-0017-8 · PMID 29335530
  6. Cree LM, Samuels DC, de Sousa Lopes SC, et al. (2008). A reduction of mitochondrial DNA molecules during embryogenesis explains the rapid segregation of genotypes. Nat Genet 40:249–254. doi:10.1038/ng.2007.63 · PMID 18223651
  7. Wai T, Teoli D, Shoubridge EA (2008). The mitochondrial DNA genetic bottleneck results from replication of a subpopulation of genomes. Nat Genet 40:1484–1488. doi:10.1038/ng.258 · PMID 19029901
  8. Otten ABC, Sallevelt SCEH, Carling PJ, et al. (2018). Mutation-specific effects in germline transmission of pathogenic mtDNA variants. Hum Reprod 33:1331–1341. doi:10.1093/humrep/dey114 · PMID 29850888
  9. Zhang H, Esposito M, Pezet MG, et al. (2021). Mitochondrial DNA heteroplasmy is modulated during oocyte development propagating mutation transmission. Sci Adv 7:eabi5657. doi:10.1126/sciadv.abi5657 · PMID 34878831
  10. Hyslop LA, Blakely EL, Aushev M, et al. (2025). Mitochondrial donation and preimplantation genetic testing for mtDNA disease. N Engl J Med 393:438–449. doi:10.1056/NEJMoa2415539 · PMID 40673696
  11. Chinnery PF, Thorburn DR, Samuels DC, et al. (2000). The inheritance of mitochondrial DNA heteroplasmy: random drift, selection or both?. Trends Genet 16:500–505. doi:10.1016/S0168-9525(00)02120-X · PMID 11074292
  12. Ru Y, Deng X, Chen J, et al. (2024). Maternal age enhances purifying selection on pathogenic mutations in complex I genes of mammalian mtDNA. Nat Aging 4:1211–1230. doi:10.1038/s43587-024-00672-6 · PMID 39075271
  13. Arbeithuber B, Anthony K, Higgins B, et al. (2025). Allele frequency selection and no age-related increase in human oocyte mitochondrial mutations. Sci Adv 11:eadw4954. doi:10.1126/sciadv.adw4954 · PMID 40768572
  14. Franco M, Fleischmann Z, Annis S, et al. (2026). Positive germline selection of mtDNA: evidence from the oocyte. bioRxiv (prepublicación, sin revisión por pares). doi:10.64898/2025.12.31.697248 prepublicación, sin revisión por pares
  15. Spath K, Babariya D, Konstantinidis M, et al. (2021). Clinical application of sequencing-based methods for parallel preimplantation genetic testing for mitochondrial DNA disease and aneuploidy. Fertil Steril 115:1521–1532. doi:10.1016/j.fertnstert.2021.01.026 · PMID 33745725
  16. Hellebrekers DMEI, Wolfe R, Hendrickx ATM, et al. (2012). PGD and heteroplasmic mitochondrial DNA point mutations: a systematic review estimating the chance of healthy offspring. Hum Reprod Update 18:341–349. doi:10.1093/humupd/dms008 · PMID 22456975
  17. Ji D, Zhang N, Zou W, et al. (2023). Modeling-based prediction tools for preimplantation genetic testing of mitochondrial DNA diseases: estimating symptomatic thresholds, risk, and chance of success. J Assist Reprod Genet 40:2185–2196. doi:10.1007/s10815-023-02880-2 · PMID 37439868

Bibliografía →